In Vivo CAR-T：从体内精准递送到疗效验证，百奥赛图临床前研究平台助力新一代细胞治疗开发

CAR-T 细胞疗法为血液系统恶性肿瘤治疗带来了重要突破，但传统CAR-T仍面临制备流程复杂、生产周期较长、治疗成本较高以及患者适用性受限等挑战。

随着基因递送、脂质纳米颗粒（LNP）及工程化病毒载体技术的发展，一种新的细胞治疗开发策略正受到广泛关注——in vivo CAR-T，即体内 CAR-T 细胞生成技术。

与传统CAR-T在体外完成 T 细胞采集、基因改造和扩增不同，in vivo CAR-T 旨在将编码嵌合抗原受体（CAR）的遗传物质直接递送至患者体内的目标免疫细胞，使其在体内获得特定抗原识别能力。^[1]从递送效率到抗肿瘤活性，从免疫细胞重编程到长期安全性，如何建立可靠的临床前证据链，正成为推动这一技术向临床转化的重要环节。

一、从体外制备到体内生成：CAR-T 开发模式的新探索

1.传统 CAR-T 面临哪些挑战？

传统 CAR-T 疗法通常需要采集患者自身的 T 细胞，在体外进行基因改造和细胞扩增，再将制备好的 CAR-T 细胞回输患者体内。这一流程涉及多个制备环节，对生产能力、制备周期及细胞质量均提出了要求。

In Vivo CAR-T 则尝试改变这一研发路径：通过病毒载体或靶向非病毒递送系统，将编码 CAR 的遗传物质直接递送至体内目标 T 细胞，使其获得识别并攻击靶细胞的能力。

体外与体内CAR-T 细胞疗法对比^[2]

In Vivo CAR-T 的研发目标之一，就是探索能否通过直接在体内生成 CAR-T 细胞，简化部分传统制造流程，并扩大细胞治疗的潜在可及性。

2.In Vivo CAR-T 如何发挥作用？

In Vivo CAR-T 的核心是将 CAR 编码载荷递送至目标免疫细胞，使其在体内表达 CAR，并获得识别特定肿瘤抗原或其他疾病相关抗原的能力。

其基本过程可概括为：

靶向递送 → 目标细胞摄取载荷 → CAR 表达 → 免疫细胞激活 → 靶细胞识别与清除。

这一过程看似直接，但每个环节都可能影响最终治疗效果。例如，载荷能否有效进入目标 T 细胞、CAR 能否达到足够的表达水平、生成的细胞是否具备有效杀伤功能，以及表达持续时间是否符合治疗需求，都需要系统验证。

因此，检测到载荷进入细胞或观察到 CAR 表达，只能说明技术路径中的部分环节取得进展，并不能单独证明已经实现有效的体内细胞治疗。

二、In Vivo CAR-T的多种递送策略

目前，in vivo CAR-T 正在探索多种递送策略，主要包括病毒载体和非病毒递送平台。

病毒载体

工程化病毒载体可用于递送 CAR 编码遗传物质。不同载体在目标细胞转导能力、表达持续时间、免疫原性及基因组整合风险等方面存在差异，需要结合具体设计进行评价。

 脂质纳米颗粒（LNP） 

LNP 可用于递送 mRNA 等核酸载荷。部分研究通过在颗粒表面引入靶向配体，尝试提高目标免疫细胞的递送效率。对于 mRNA 递送而言，表达通常具有一定的时间限制，这可能有利于研究者探索可控的表达窗口，但也意味着需要综合评估表达强度、持续时间和给药频率。

其他非病毒平台

除 LNP 外，研究者也在探索其他核酸递送和基因工程策略。不同平台在载荷形式、细胞靶向能力、表达可控性和重复给药潜力方面各有特点。^[3]

需要强调的是，目前不存在适用于所有 in vivo CAR-T 项目的单一最佳递送方案。具体路线的选择，需要结合目标细胞、疾病类型、治疗机制及安全性要求综合判断。

三、In Vivo CAR-T 临床研究进展

1.血液系统恶性肿瘤：探索体内生成 CAR-T 的可行性

血液系统恶性肿瘤是 CAR-T 细胞疗法的重要应用领域，也是 in vivo CAR-T 临床开发的重点方向之一。

相关研究正在探索利用病毒载体或非病毒递送系统，将 CAR 编码载荷递送至体内 T 细胞，以期减少对传统体外细胞制造流程的依赖。

2025 年美国血液学会（ASH）年会公布了多项 in vivo CAR-T 相关研究进展，涉及工程化慢病毒载体、非病毒递送平台及不同疾病方向。2026 年发表的综述对这些研究进行了整理，显示这一领域正从递送技术的可行性探索，逐步走向对临床转化能力和平台差异的系统评价。

不过，不同候选方案的研究阶段、递送机制和临床证据成熟度并不相同。对于仍处于早期研究阶段的项目，仍需通过后续临床试验进一步评价安全性、治疗活性和长期结局。

2. 自身免疫性疾病：拓展 CAR-T 的潜在应用边界

In Vivo CAR-T 的探索并不限于肿瘤治疗。2025 年发表于《新英格兰医学杂志》（The New England Journal of Medicine, NEJM）的研究报告了利用脂质纳米颗粒在体内生成 CD19 CAR-T 细胞、治疗难治性系统性红斑狼疮的初步人体结果。研究观察到 B 细胞清除和疾病活动度下降，且报告中未见重大毒性信号。

这一研究为 in vivo CAR-T 在自身免疫性疾病中的应用提供了早期人体证据，也体现出体内免疫细胞重编程在肿瘤以外疾病领域的潜在价值。^[4]

但单项早期研究不能代替大规模、长期随访的临床证据。疗效能否持续、免疫系统恢复情况如何，以及不同患者群体的获益与风险，仍需要后续研究进一步明确。

3. 临床转化的关键问题

综合当前研究进展，in vivo CAR-T 的临床开发仍需回答几个核心问题：

• 递送是否足够精准？ 能否有效递送至目标细胞，同时控制非目标细胞摄取？

• CAR 表达是否足够有效且可控？ 表达强度和持续时间是否能够满足治疗需求？

• 体内生成的细胞是否具备功能？ CAR 阳性率并不等同于有效的细胞毒性或持久的治疗活性。

• 治疗效果能否维持？ 是否存在肿瘤复发、抗原逃逸或免疫细胞功能变化等问题？

• 安全性是否可控？ 包括细胞因子释放综合征（CRS）、脱靶效应、载体相关风险及其他免疫毒性。

因此，in vivo CAR-T 的发展不仅依赖递送技术本身的创新，也依赖对体内递送、免疫功能、抗肿瘤活性和安全性进行系统评价。

针对 in vivo CAR-T 研发中的不同研究需求，百奥赛图提供从肿瘤模型、免疫系统重建模型到靶点人源化模型的多层次研究支持。

案例研究1：B-hCD8/hCD19 人源化小鼠：in vivo CAR-T 介导的B细胞清除

hCD8-tLNP（hCD19 CAR）对B-hCD8/hCD19小鼠B细胞清除效果。第 1 天和第 4 天通过尾静脉注射包封 hCD19 CAR mRNA 的 hCD8-tLNP8。并分别于第 −1、2 和 5 天采集外周血，通过流式细胞术分析B220⁺ B 细胞的比例。hCD8-tLNP（hCD19 CAR）处理后，外周血中 B220⁺ B 细胞的比例逐渐且显著下降，表明该策略在体内具有较强的 B 细胞清除能力。

案例研究2：基于 B-hCD8 人源化小鼠的 in vivo CAR-T 研究：CD8-tLNP（mCD19 CAR）介导的 B 细胞清除

EnC LNP 介导的in vivo CAR-T 疗法对 B 细胞的清除效果及自身免疫性疾病模型（EAM 和 EAMG）的治疗疗效。(A) 外周血 B 细胞清除动态： 单次给予 EnC LNP（CAR）后，不同时间点外周血中 B 细胞占白细胞的比例（上图）及 B 细胞绝对计数（下图）的动态变化。(B) EAM（自身免疫性肌炎）模型药效评估： 治疗后小鼠的临床症状与功能恢复情况，包括一般肌无力评分（A）、四肢握力（B）、血浆肌酸激酶（CK）水平（C）以及肌肉收缩力（单收缩力与强直收缩力）。(C) EAMG（实验性重症肌无力）模型药效评估： 治疗后 EAMG 小鼠的一般肌无力评分（左上）、血清抗乙酰胆碱受体（anti-AChR）IgG 抗体水平（右上）、跑步运动耐受时间（左下）及肌肉收缩力（右下）。数据以均值±标准误（Mean ± SEM）表示。数据引用来源：专利 WO2026012294A1(SHENZHEN MAGICRNA BIOTECHNOLOGY CO., LTD.)

 

案例研究3:慢病毒介导的in vivo CAR-T 疗法在 B-NALM6-luc⁺ huPBMC-B-NDG MHC I/II小鼠中的药效评估

单次给药的慢病毒介导in vivo CAR-T疗法在携带B-Tg(CAG-Luc-EGFP)NALM6肿瘤的huPBMC-B-NDG MHCI/II小鼠中展现出强效抗肿瘤活性。(A)研究设计示意图。(B)治疗后第11天荷瘤小鼠的代表性IVIS成像图。(C)通过IVIS成像纵向监测肿瘤生长，以成像信号强度表示。(D)研究期间小鼠体重的变化。数据以均值±标准误（SEM）表示（n=6）。

在in vivo CAR-T治疗后第14天，对携带B-Tg(CAG-Luc-EGFP)NALM6肿瘤的huPBMC-B-NDG MHC I/II小鼠进行免疫细胞分析（A–D）及CAR表达分析（E–G）。数据以均值±标准误（SEM）表示（n=3）。采用单因素方差分析，随后进行Dunnett多重比较检验，并以G1组为参照进行比较。**p<0.01，***p<0.001。

 

案例研究4:LNP-CD19 in vivo CAR疗法在HSC重建的B-NDG hIL15荷瘤小鼠中的药效评估

重复给药的tLNP-CD19 in vivo CAR-T疗法在huHSC重建的B-NDG hIL15荷B-Tg(CAG-Luc-EGFP)NALM6肿瘤小鼠中展现出显著的抗肿瘤活性。(A)研究设计示意图。(B)首次给药后3小时荷瘤小鼠的代表性IVIS成像图。(C)通过IVIS成像纵向监测肿瘤生长，以成像信号强度表示。(D)研究期间小鼠体重的变化。数据以均值±标准误（SEM）表示（n=1–5）。

在tLNP-CD19 in vivo CAR-T治疗后3小时，对携带B-Tg(CAG-Luc-EGFP)NALM6肿瘤的huHSC-B-NDG hIL15小鼠进行免疫细胞分析（A–D）及CAR表达分析（E–F）。数据以均值±标准误（SEM）表示（n=1或5）。采用单因素方差分析，随后进行Dunnett多重比较检验，并以G1组为参照进行比较。*p<0.05，**p<0.01，****p<0.0001。

抗体偶联LNP在BT-474细胞中的体外转染效率评估。将曲妥珠单抗和同型对照抗体分别偶联至包载GFP mRNA的LNP。随后，将纳米颗粒（mRNA浓度为0.15μg/μL）加入预先接种BT-474细胞的96孔板中。孵育72小时后采集图像。